Méthodes d'étude des Mycènes

Les Mycènes s'étudient comme tous les autres champignons, à l'aide d'ouvrages de référence et de caractères distinctifs, tant macroscopiques que microscopiques. Une espèce ne peut être identifiée avec certitude sans avoir recours à l'observation de son anatomie microscopique. Cette anatomie est remarquablement diversifiée (voir le travail de Charbonnel 1977 par exemple) ce qui permet d'identifier assez facilement la plupart des espèces de ce genre. Certaines sections riches en espèces (Fragilipedes, Filipedes) sont d'une étude beaucoup plus compliquée.

Quelques ouvrages de référence:

Oort AJP 1928. De Nerderlandsche Mycena's. H Veenman & Zonen. Wageningen. Maart.

Kühner R 1938. Le genre Mycena (Fries). Encycl. Mycol. 10.

Smith AH 1947. North American species of Mycena. Univ. Mich. Stud., Scient. Ser. 17.

Métrod G 1949. Les Mycènes de Madagascar. Paris.

Charbonnel J 1977. Etudes microscopiques : le genre Mycena. Document Mycologiques 7 (26) : 1 – 70 pdf

Lisiewska M Grzyby (Mycota). 1987. Tom XVII. Grzybówka (Mycena). Warszawa: PWN.

Maas Geesteranus RA 1992. Mycenas of the Northern Hemisphere. II. Conspectus of the Mycenas of the Northern Hemisphere. Amsterdam.

Rexer K-H 1994. Die Gattung Mycena s.l., Studien zu Ihrer Anatomie, Morphologie und Systematik. Tübingen.

Maas Geesteranus RA & de Mejer AAR 1997. Mycenae Paranaenses. Kon. Ned. Akad. Wet. Verh. Afd. Nat. II.

Robich G 2003. Mycena d'Europa. A.M.B. Fondazione. Centro Studi Micologici.

Ludwig E 2012. Pilzkompendium. Band 3: Beschreibungen. Die restlichen Gattungen der Lamellenpilze mit weißem Sporenpulver. Fungicon Verlag.

Knudsen H & Vesterholt J (eds) 2012. Funga Nordica, 2nd edition. – Nordsvamp, Copenhagen, 2. vols, 1083 pp.

Aravindakshan DM & Manimohan P 2015. Mycena of Kerala. SporePrint Books, Calicut, Kerala, India. pdf

Robich G 2016. Mycena d'Europa vol. 2. A.M.B. Fondazione. Centro Studi Micologici.

Aronsen A & Læssøe T 2016. The genus Mycena s.l. in The Fungi of Northern Europe, vol. 5. Copenhagen, 373 p.

Les ouvrages soulignés sont incontournables.

Méthodes de prélèvement pour l'étude microscopique des Mycènes:

L'examen de l'anatomie microscopique des Mycènes est nécessaire pour une identification fiable. L'examen systématique de trois tissus est primordial:

1- la structure des hyphes superficielles du revêtement piléique (pileipellis).

2- la structure des lames (spores, basides, cystides).

3- la structure des hyphes superficielles du revêtement du stipe (stipitipellis).

Il est préférable de prélever des échantillons aussi petits que possibles. J'utilise pour cela des pinces de dissection extra-fines de type Brucelles ou Dumont. Pour les très petits individus il est utile de travailler sous loupe binoculaire.

Pour les lames, on prélève un petit segment vers le milieu d'une grande lame.

Pour le stipe le prélèvement se fait dans le 1/3 supérieur en général.

Pour prélever la cuticule du chapeau on le scalp vers le milieu avec une très fine lame de rasoir (provenant d'un rasoir jetable par exemple).

Une fois prélevés, les échantillons sont disposés dans une goutte de colorant sur une lame de microscope en prenant soit d'orienter la face externe des revêtements vers l'objectif du microscope. Pour les examens de routine j'utilise du Rouge Congo (en solution RDS ou ammoniacale). L'amyloïdité ou la dextrinoïdité des tissus s'observe dans le réactif de Melzer. Après quelques minutes de coloration, on recouvre la préparation d'une lamelle de microscope.

Je fais une première observation avant dissociation pour repérer l'orientation des tissus (marge de la lame en particulier). On percute alors délicatement la préparation avec une petite gomme dure pour écraser puis dissocier les tissus. En utilisant de petits échantillons la dissociation se fait très aisément. Enlever l'excédant de colorant pour diminuer l'épaisseur des préparations.

J'observe mes préparations en général à sec aux grossissements 20x et 40x. Il est parfois nécessaire d'utiliser des objectifs à immersion (50x ou 100x) pour observer des détails plus fins. J'ai pris pour habitude d'utiliser le dispositif à contraste de phase de mon microscope, ce n'est pas indispensable mais cela facilité souvent l'observation de la structure de certains tissus gélifiés qui prennent mal le colorant.

J'utilise un oculaire numérique USB de 5MP pour mes microphotographies. Les photos sont prises directement dans le logiciel libre ImageJ à l'aide du plugin Webcam Capture. Pour augmenter la qualité des images et éliminer le bruit de fond, je prends une dizaine de photos en rafale et opère une projection Z avec un filtre médian. Les images sont ensuite calibrées avec le plugin Scale bar tools for microscope. Les dimensions micrométriques sont faites sur ces images avec le logiciel libre Piximètre.