Méthodes d'étude des Mycènes

 

Les Mycènes s’étudient, comme tous les autres champignons, à l’aide d’ouvrages de référence et de caractéristiques distinctives, aussi bien macroscopiques que microscopiques. L’identification d’une espèce avec certitude nécessite l’examen de son anatomie microscopique, qui présente une grande diversité (voir notamment Charbonnel, 1977). Cette diversité permet l’identification relativement aisée de la plupart des espèces de ce genre. Toutefois, certaines sections riches en espèces, telles que Fragilipedes et Filipedes, sont beaucoup plus complexes à étudier.

 

Quelques ouvrages de référence :

Oort AJP 1928. De Nerderlandsche Mycena's. H Veenman & Zonen. Wageningen. Maart.

Khner R 1938. Le genre Mycena (Fries). Encycl. Mycol. 10.

Smith AH 1947. North American species of Mycena. Univ. Mich. Stud., Scient. Ser. 17.

Mtrod G 1949. Les Mycènes de Madagascar. Paris.

Charbonnel J  1977. Etudes microscopiques : le genre Mycena. Document Mycologiques 7 (26) : 1 – 70 pdf

Lisiewska M Grzyby (Mycota). 1987. Tom XVII. Grzybówka  (Mycena). Warszawa: PWN.

Maas Geesteranus RA 1992. Mycenas of the Northern Hemisphere. II. Conspectus of the Mycenas of the Northern Hemisphere. Amsterdam.

Rexer K-H 1994. Die Gattung Mycena s.l., Studien zu Ihrer Anatomie, Morphologie und Systematik. Tbingen.

Maas Geesteranus RA & de Mejer AAR 1997. Mycenae Paranaenses. Kon. Ned. Akad. Wet. Verh. Afd. Nat. II.

Robich G 2003. Mycena d'Europa. A.M.B. Fondazione. Centro Studi Micologici.

Ludwig E 2012. Pilzkompendium. Band 3: Beschreibungen. Die restlichen Gattungen der Lamellenpilze mit weiem Sporenpulver. Fungicon Verlag.

Knudsen H & Vesterholt J (eds) 2012. Funga Nordica, 2nd edition. – Nordsvamp, Copenhagen, 2. vols, 1083 pp.

Aravindakshan DM & Manimohan P 2015. Mycena of Kerala. SporePrint Books, Calicut, Kerala, India. pdf

Robich G 2016. Mycena d'Europa vol. 2. A.M.B. Fondazione. Centro Studi Micologici.

         Aronsen A & Lsse T 2016. The genus Mycena s.l. in The Fungi of Northern Europe, vol. 5. Copenhagen, 373 p.

 

         Les ouvrages soulignés sont incontournables.

 

Méthodes de prélèvement pour l'étude microscopique des Mycènes :

L’examen de l’anatomie microscopique des Mycènes est indispensable pour une identification fiable. L’analyse systématique de trois types de tissus est essentielle :

1- la structure des hyphes superficielles du revêtement piléique (pileipellis).

2- la structure des lames (spores, basides, cystides).

3- la structure des hyphes superficielles du revêtement du stipe (stipitipellis). 

 

Il est préférable de prélever des échantillons aussi petits que possible. Pour cela, j’utilise des pinces de dissection ultra-fines, de type Brucelles ou Dumont. Pour les très petits spécimens, il est utile de travailler sous une loupe binoculaire. Concernant les lames, on prélève un petit segment vers le centre d’une grande lame.

 

 

Pour le stipe le prélèvement se fait dans le 1/3 supérieur en général.

 

Pour prélever la cuticule du chapeau on le scalp vers le milieu avec une très fine lame de rasoir (provenant d'un rasoir jetable par exemple).

 

Une fois prélevés, les échantillons sont disposés dans une goutte de colorant sur une lame de microscope en veillant à orienter la face externe des revêtements vers l’objectif du microscope. Pour les examens de routine, j’utilise du Rouge Congo (en solution RDS ou ammoniacale). L’amyloïdie ou la dextrinoïdie des tissus s’observe avec le réactif de Melzer. Après quelques minutes de coloration, la préparation est recouverte d’une lamelle de microscope.

Je procède d’abord à une observation avant dissociation pour repérer l’orientation des tissus (notamment la marge des lames). Ensuite, on percute délicatement la préparation avec une petite gomme dure pour écraser et dissocier les tissus. En utilisant de petits échantillons, la dissociation se fait aisément. On retire l’excédent de colorant pour réduire l’épaisseur des préparations.

J’observe généralement mes préparations à sec avec des grossissements de 20x et 40x. Il est parfois nécessaire d’utiliser des objectifs à immersion (50x ou 100x) pour examiner des détails plus fins. J’ai pris l’habitude d’utiliser le dispositif à contraste de phase de mon microscope. Bien que non indispensable, cela facilite souvent l’observation de la structure de certains tissus gélifiés qui absorbent mal le colorant.

J’utilise un oculaire numérique USB de 5 MP pour mes microphotographies (Amscope MD500). Les photos sont prises directement dans le logiciel libre ImageJ à l’aide du plugin Webcam Capture. Pour améliorer la qualité des images et éliminer le bruit de fond, je capture une dizaine de photos en rafale et effectue une projection Z avec un filtre médian. Les images sont ensuite calibrées avec le plugin Scale bar tools for microscope. Les mesures micrométriques sont réalisées sur ces images avec le logiciel libre Piximètre.